优化间充质干细胞移植的给药途径和常用剂量：现状和新前沿

间充质干细胞（MSCs）因其独特的免疫调节和再生特性，有望成为治疗多种炎症和自身免疫疾病的生物疗法。培养后的间充质干细胞会分泌多种小分子、多肽、趋化因子、细胞因子和形态发生因子，统称为分泌物。宿主免疫细胞与分泌物相互作用，调节组织损伤部位的免疫反应强度。除了具有免疫调节和再生能力外，其独特的肿瘤 “归宿 “特性使其成为携带抗癌药物的理想候选者，可参与各种抗癌药物的抗药性（表1）。

MSCs功能	治疗结果
免疫调节	减少克罗恩病期间的组织炎症解决急性类固醇抵抗性移植物抗宿主病。多发性硬化症患者的有效治疗方法。
血管生成/血管再生	缺血小鼠皮肤的血管再生。心肌梗死中的血管生成。
抗癌药物递送剂	将化疗药物多西他赛 (DTX) 输送至肺癌、将阿霉素 (DOX) 输送至结直肠癌、将吉西他滨输送至胰腺癌
组织愈合	MSCs的多能分化能力有助于环磷酰胺 (CTX) 引起的卵巢衰竭中卵巢的再生小鼠和人类慢性伤口的皮肤再生

1995年，Hillard Lazarus首次在临床上探索MSCs作为细胞疗法，以加速人类受试者的造血功能恢复。从那时起，多项临床和临床前研究一直在努力将MSCs确立为多种疾病的生物制药。尽管MSCs研究随着时间的推移不断取得进展，但大多数基于MSCs的试验仍处于I期或II期的早期阶段，而只有少数（不到50个）处于III期，目前，全球只有12种产品（约1%）获得上市许可。迄今为止，欧洲药品管理局仅批准了一种基于MSCs的产品作为治疗肛周瘘的活细胞药物，美国食品药品管理局尚未批准任何MSCs相关产品。

尽管临床试验未能达到主要疗效终点，但大量的临床前动物试验发现，间充质干细胞在几种小鼠疾病模型中的应用效果良好。人体临床试验中的细胞药物变量是阻碍将间充质干细胞直接转化为临床结果的主要障碍。

优化间充质干细胞移植的常用剂量和给药途径：现状和新前沿

因此，在这篇综述中，我们打算探索间充质干细胞在组织损伤后的当前应用。我们特别关注间充质干细胞来源、移植途径、代谢适应性和细胞剂量。我们进一步讨论了优化体内植入的潜在方法。

间充质干细胞的组织来源

间充质基质细胞MSC可从多种器官和组织来源分离，例如骨髓、脐带、脂肪组织、胎盘、外周血、牙周膜、羊水。来自不同来源的MSC拥有相似的多潜能分化能力，包括成骨细胞、软骨细胞和脂肪细胞。研究还确定了MSC向神经元细胞的分化能力。然而，它们的分化效率在组织再生的特定谱系分化过程中会有所不同。因此，在成功的临床试验中，选择合适的组织来源对于生产临床级MSC至关重要（图1）。

间充质干细胞的免疫原性

与自体间充质干细胞相比，现成的、低温保存的异体间充质干细胞在临床应用中具有显著的物流和成本优势。然而，要达到疗效终点，临床前的主要小鼠数据都支持使用合成间充质干细胞。

由于间充质干细胞表面表达低水平的MHCI类分子，且缺乏MHCII类表达，因此间充质干细胞以前被认为是 “免疫特权”。此外，在早期的研究中，研究人员发现异体间充质干细胞在体外混合白细胞反应（MLR）中能显著延缓MHC不匹配淋巴细胞的增殖。因此，在临床试验中，来自少数供体的大规模间充质干细胞被广泛用于治疗一系列疾病，而无需担心免疫排斥反应。

事实上，在某些情况下，异基因间充质干细胞可保护自身免受免疫检测，通过短暂的 “打了就跑 “机制发挥治疗活性。这在某些情况下是可能的，因为在这些情况下，持续性是发挥治疗效果所必需的。

集体证据表明，异体间充质干细胞是用于急性组织损伤综合征（如中风、败血症或心肌梗塞）的唯一合理的策略。然而，在慢性退行性疾病中，由于需要长期反复输注以维持间充质干细胞的治疗效果，因此更倾向于使用合成（自体）间充质干细胞。

尽管异体间充质干细胞具有免疫原性，但由于供体相关问题（患者年龄或疾病状态）以及低成本即时护理的需要，临床研究通常依赖于低温保存的异体细胞。因此，避免同种异体排斥反应和减轻移植休克的细胞修饰方法将有利于提高间充质干细胞在临床试验中的治疗效用（图1）。

间充质干细胞移植常用给药途径的优缺点

间充质干细胞的给药途径是决定治疗效果是否有效和安全的关键参数之一。尽管大量的临床前和临床试验都在尝试优化特定的给药途径（表2），但目前在人体临床试验中还没有就最佳的间充质干细胞给药方法达成共识。临床试验通常选择成本效益高且方便的静脉输注方法，尽管其治疗效果参差不齐。根据治疗要求，间充质干细胞可通过局部和全身给药进行植入。

治疗领域	给药 途径	MSCs来源	剂量	模型系统	获得的结果  和出现的限制（如果有）
类风湿关节炎	腹腔内	人类脂肪来源的 MSCs	连续5天， 每天106个MSC	小鼠临床前动物模型	减少自身反应性T效应细胞反应并诱导Treg细胞增殖。
自身免疫性 1 型糖尿病	尾静脉	小鼠骨髓来源的 MSCs	每周一次，每次5×105MSCs， 持续4周	小鼠临床前动物模型	降低自身反应性T效应细胞反应并诱导Treg细胞增殖
心肌梗塞	单层 MSCs 移植	大鼠脂肪来源的 MSCs	9.4±0.6×105单层MSCs移植真皮成纤维细胞	大鼠临床前动物模型	逆转心肌梗塞大鼠疤痕区域壁变薄现象并改善心脏功能。
急性肺损伤	尾 静脉	小鼠骨髓来源的 MSCs	2×106MSCs，持续一周	小鼠临床前动物模型	抑制Th2介导的过敏性气道炎症
移植物抗宿主病 (GVHD)	全身输注	同种异体骨髓间充质干细胞	2×106；8×106hMSC/千克	II期临床试验	MSCs治疗组表现出较小的GVHD反应，且无输注毒性或异位组织形成
心肌梗塞	全身输注	同种异体骨髓间充质干细胞	0.5×106；1.6×106；5.0×106hMSC/千克	I期临床试验	MSCs移植患者组肺功能增强。
肝硬化	全身输注	自体骨髓来源的 MSCs	4.0×107（每次注射的总hMSC数）	I-II期临床试验	MELD评分、凝血酶原 复合物和血清肌酐水平降低；血清白蛋白水平改善。 研究的局限性：移植后无法追踪MSCs。
肌萎缩侧索硬化症 (ALS)	肌肉注射和鞘内注射联合给药	自体骨髓来源的 MSCs	1×106细胞/kg鞘内注射，24×106细胞肌肉注射；1.5×106细胞/kg鞘内注射，36×106细胞肌肉注射；2×106细胞/kg鞘内注射，48×106细胞肌肉注射	II期临床试验	减缓病情进展速度。研究的局限性：研究组规模较小。

01静脉注射

优点：此途径是全身MSC输送的主要方法。静脉输注被认为是人体临床试验中常规且安全的方法。根据最近对人体MSC临床试验的调查，超过40%的研究为各种临床疾病植入了中位数为1亿个MSC。

缺点：尽管如此，许多报告发现静脉输注的MSC被困在肺部，随后不久就会被清除。由于旁分泌功能支持MSC的治疗活性，因此移植细胞寿命的缩短会削弱其治疗活性。最近的一项小鼠临床前研究发现，反复静脉输注最大耐受剂量（5000万个细胞/公斤体重）的健康MSC未能影响结肠炎临床结果。

02动脉注射

优点：与静脉注射相比，动脉内（IA）注射方法更有效，因为它减少了肺中的细胞捕获，并诱导目标组织损伤部位的移植细胞迁移。

缺点：有趣的是，很少有研究发现IA输送MSCs存在不良影响。尽管IA注射是有效将细胞靶向大脑的首选途径，但最近的调查发现，IA输送MSCs治疗中风可能存在脑梗塞风险。因此，为了最佳地使用IA方法，必须仔细考虑细胞大小、细胞剂量和输注速度。

03腹膜内 (IP) 或皮下 (SC)

尽管腹膜内 (IP) 或皮下 (SC) 给药在临床试验中并不像静脉注射那样常用，但临床前研究已证实它们在各种疾病康复中的治疗作用。腹膜内 (IP) 或皮下 (SC) 给药在阴道扩张损伤大鼠模型中通过增加漏尿点压力恢复尿道括约肌功能。

04局部注射

优点：局部施用MSCs旨在增加治疗细胞在目标部位的植入，从而立即产生局部作用或分化为功能性细胞。MSCs的局部给药方法已被确定为侵入性最小的方法，并且对于伤口愈合、烧伤或糖尿病相关伤口的皮肤移植存活以及修复实体器官及其相关组织（如心脏、大脑、脊髓组织、肝脏等）的损伤非常有效。

肌肉内输注 (IM) 与静脉注射途径一样，也被认为是MSCs输送的微创和简单途径。此外，与其他传统途径相比，肌肉内输注途径可延长植入MSCs的存活时间，这有助于改善治疗效果。

缺点：MSCs局部注射虽然可以促进治疗效果的提高，但有时会造成创伤，其侵袭可能造成大出血和继发性损伤。

综合证据表明，每种递送方法都有各自的优点和局限性。因此，应根据研究目的、靶器官的大小和所用的动物模型来选择细胞递送途径。

间充质干细胞的最佳时机/剂量/适应性

时间：最佳细胞输送时机对于最大限度地发挥MSCs的临床效果至关重要，因为它可以调节移植细胞的存活时间。

在任何成功的临床试验之前，需要进行比较研究以优化组织或器官愈合过程的三个阶段的MSCs输送时间：即损伤期（几小时）、修复期（几天）和重塑期（几周）。

心肌梗死急性损伤期的细胞毒性环境会降低移植MSCs的功能特性。而在修复期，即急性心肌梗死后4至7天输送干细胞可显示出最大的治疗效果。

同样，新生儿缺氧缺血性损伤后3天或10天进行MSCs移植，运动行为得到最大改善，但17天移植的治疗效果明显降低。

剂量：输送的MSC数量是可以调整以实现最佳治疗效果的重要因素。移植的间充质干细胞的适当数量取决于器官、组织和动物种类。例如，单次治疗中大量细胞可能并不总是偏向积极的治疗结果。静脉内移植的细胞剂量过高可能会导致肺部毛细血管堵塞，导致治疗效果不佳。相反，根据http://clinicaltrials.gov/的报告，静脉注射途径具有最高的平均MSC剂量，将移植的细胞困在肺部可能是这种最高剂量的原因。

临床试验确定的治疗脊髓损伤患者的最佳剂量范围是0.5×10⁶-5×10⁶MSCs/kg接受者体重。此外，在某些情况下，以一定间隔重复长期输注似乎可以刺激产生积极的结果。尽管静脉输注MSCs是最安全的方式，但其主要缺点是输送细胞的最大量受到限制，这与啮齿动物模型不同。在啮齿动物中，静脉移植的最佳细胞浓度为50M/Kg，而在人类中，最佳剂量为1-2M/Kg体重。如果不同物种的功能生物机制相似且具有剂量依赖性，那么MSCs剂量的这种物种特异性差异将预示人类的结果会出现负面偏差。

适应性：各种临床前机制研究证实，MSC通过释放多种旁分泌可溶性因子发挥局部和全身免疫抑制作用。由于代谢适应性对旁分泌功能至关重要，因此主要的动物研究利用具有最佳代谢适应性和高复制能力的培养挽救的对数期MSC。然而，人体临床试验通常使用预先储存的冷冻保存的同种异体MSC，立即解冻并在护理时注入。重要的是，在从冷冻保存中恢复后的前24小时内，MSC表达不同的细胞损伤标志物。

因此，集体证据表明，代谢适应性是造成物种间结果差异的主要因素之一。制定减少细胞衰老或拯救MSC免受冷冻损伤的策略将改善MSC的临床应用。Chinnadurai等人证明IFNγ预许可刺激了衰老MSC中的多个免疫调节基因，并显著改善了衰老MSC的免疫抑制作用。四大策略优化间充质干细胞在临床中发挥最大效用

MSCs分泌大量细胞因子、趋化因子，这些因子通过增强抗炎T调节细胞 (Treg) 功能、激活M2巨噬细胞极化和降低效应淋巴细胞功能来减轻炎症。MSCs还分泌促进组织再生的形态发生素和外泌体。

MSCs因其具有自我再生、免疫调节和多能性、易于获取、易于分离和培养扩增等强大的内在特性而受到广泛欢迎。

人们已经广泛研究了基因改造或预处理方法，以提高MSCs在体内的持久性和治疗效用。

01、免疫抑制特性

已经发现不同的方法（如细胞因子预先许可或基因改造）可增强MSCs的免疫抑制作用。

用IL-1b预处理的MSC可产生更高水平的免疫调节细胞因子，例如 TNF-a、IL-6、IL-8和IL-23A以及趋化因子，例如CCL5、CCL20、CXCL1、CXCL3、CXCL5、CXCL6、CXCL10和CXCL11。此外，IL1b预处理可提高MSC在体外募集中性粒细胞、单核细胞、淋巴细胞和嗜酸性粒细胞的能力。

02、细胞衰老和移植物存活

体内移植后，宿主组织恶劣的微环境通常会导致MSC过早死亡或细胞衰老，进而导致MSC功能下降。

据报道，过表达肝细胞生长因子 (HGF) 或缺氧诱导因子1α (HIF1A) 的 MSC也具有抗凋亡作用，因此对多种疾病的恢复具有很高的治疗效果。

预防衰老是另一种MSC改造方法，可以阻止不可逆的细胞增殖并提高 MSC的治疗功能。

IFN-γ刺激也被认为是一种细胞凋亡预防方法，可在体外保护MSCs免受NK细胞介导的细胞毒性。

03、延长异基因间充质干细胞存活时间的策略

由于临床前研究发现间充质干细胞的存续与治疗效果之间存在直接关联，因此预防同种异体排斥和延长MSC存续的方法将成为临床研究中必不可少的工具。修改宿主或移植的MSC是避免同种异体MSC排斥的可能方法。将特定剂量的免疫抑制药物与同种异体MSC一起使用是研究最充分的预防移植排斥的方法。

04、体外效力测定的重要性

高级临床试验要求进行MSC身份和效力测定，以衡量其治疗效用。此功能测试可确保每个MSC制造批次的质量或有效性，这些批次在细胞来源和制造工艺层面上各不相同。MSC会响应体内环境线索分泌多种免疫调节和再生分子。因此，开发测定矩阵方法的主要是确定对MSC在人体中再生功能至关重要的因素组合。

未来研究方向

成功的间充质干细胞临床试验依赖于间充质干细胞的内在功能，例如间充质干细胞的归巢特性、有效分化、增殖以及旁分泌或内分泌影响的应用。组织来源、代谢适应性、剂量和输送途径是维持间充质干细胞内在功能的关键调节因素。

对于有效且安全的间充质干细胞临床试验，了解宿主免疫细胞与间充质干细胞衍生分泌体之间的串扰分子机制至关重要。

需要深入了解间充质干细胞的作用机制和生物学特性，这些间充质干细胞通过不同的制造工艺收集，以提高其治疗效力。正确选择最佳细胞输送途径、时间和剂量的知识对于提高间充质干细胞的存活率和整体功能至关重要。

此外，为了取得进一步进展，应在目前缺乏有效治疗的各种炎症疾病模型中探索结合最佳输送、剂量、预处理和追踪的方法。应重点开发不同的基因修饰策略，通过针对与年龄相关的信号通路、活性氧和自噬因子来增强老年间充质干细胞的效果。

参考资料：Jayeeta Giri (2024) Optimizing Mesenchymal Stromal Cells Delivery: Present Status and New Frontiers in Regenerative Medicine. J Stem Cell Rep 6: 1-16

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